Giardiasis /

edytowane czerwiec 2020

wytyczne Giardiasis u kotów zostały opublikowane przez Tim Gruffydd-Jones et al. w Journal of Feline Medicine and Surgery 2013, 15, 650-652. Aktualizacja została opracowana przez Corine Boucraut-Baralon.

Giardia jest pasożytem pierwotniakowym, który infekuje jelito cienkie kotów i może powodować biegunkę. Biotypy uważane za specyficzne dla kotów nie wydają się zarażać ludzi, ale biotypy odzwierzęce (izolowane od ludzkich przypadków) są często spotykane u kotów., Zakażenie jest najczęściej u młodych kotów, szczególnie z multi-kocie tła. Zakażone koty, które rozwijają objawy kliniczne wykazują biegunki jelita cienkiego i może być związana utrata masy ciała. Rozpoznanie zakażenia zwykle opiera się na praktyce ELISA dla antygenu kału lub flotacji siarczanu cynku z kilku zbiorczych próbek kału. Testy PCR są dostępne, ale nie są szeroko stosowane. Zakażenie można wykryć u zdrowych klinicznie kotów, dlatego interpretacja pozytywnych wyników u kotów z biegunką wymaga ostrożności. Fenbendazol lub metronidazol są leczeniem z wyboru., Ponieważ wtórne zmiany w jelitach mogą zająć trochę czasu, biegunka może trwać nawet po wyeliminowaniu zakażenia.

Agent

kilka nazw zostały użyte dla coccidian flagellate pierwotniak pasożyt giardia – G. duodenalis (znany również jako G. lamblia lub G. intestinalis). Giardia może zarazić wiele gospodarzy, w tym człowieka. Zidentyfikowano osiem różnych podtypów molekularnych, oznaczonych jako A-H (Tabela 1). F jest podgrupą obserwowaną u kotów, podczas gdy A i B są głównymi podgrupami u człowieka (Lebbad et al., 2010)., W związku z tym nie uznano tego za zakażenie odzwierzęce (Xiao and Fayer, 2008; Ballweber et al., 2010), chociaż liczne ostatnie badania wykazały, że podtypy A i B mogą być izolowane od psów i kotów, czasami częściej niż Podtyp F, który jest uważany za specyficzny dla kotów.

Tabela 1. Genetic assemblages (Sub-types) of Giardia duodenalis infecting different species (revised nomenclature by Thompson and Monis, 2012)

cykl życiowy

pasożyt ma bezpośredni cykl życiowy., Żyje w dolnym jelicie cienkim kota w formie trofozoitu, przylegającym do ściany jelita. Replikuje się przez rozszczepienie binarne w celu wytworzenia enkystycznej formy, która jest przekazywana w kale oprócz trofozoitów.

Epidemiologia

Giardia jest przenoszona drogą kału-jamy ustnej. Chociaż trofozoity są wydalane z kałem, nie przeżywają one długo w środowisku i jest mało prawdopodobne, aby wywoływały zakażenia., W przeciwieństwie do tego, torbiele są wysoce zakaźne i skuteczne przenoszenie wymaga tylko niewielkiej liczby do spożycia. Torbiele mogą przetrwać w środowisku do kilku miesięcy w idealnych warunkach, a więc może dojść do pośredniego przeniesienia poprzez skażenie kałem.

badania epidemiologiczne w różnych krajach i pobieranie próbek z różnych populacji kotów wykazały zmienną częstość występowania. Różniła się ona w zależności od zastosowanego diagnostycznego testu przesiewowego, ale ogólnie częstość występowania wahała się od 1-20% (Paoletti et al., 2010; Dado i in., 2012; Sotiriadou et al., 2013; Hinney et al.,, 2015; Pallant et al., 2015; Piekarska i in., 2016; Gil i in., 2017; Kostopoulou et al., 2017). W ostatnich badaniach hiszpańskich częstość występowania infekcji u kotów jest niska w porównaniu do psów (de Lucio et al., 2017; Gil i in., 2017). W jednym z ostatnich badań z Niemiec, częstość występowania u psów i kotów za pomocą testu ELISA wykrywającego koproantigen wykazała większą częstość występowania 30 i 17% odpowiednio u psów i kotów (Sommer et al., 2018)

w badaniu metaanalizy wykazano, że częstość występowania była wyższa u kotów z biegunką w porównaniu do zdrowych kotów (Bouzid et al., 2015)., Częstość występowania była również wyższa u młodych kotów (Bouzid et al., 2015; Pallant et al., 2015; Kostopoulou et al., 2017) w wielu badaniach oraz u kotów rasowych w jednym badaniu niemieckim (Pallant et al., 2015). Częstość występowania w schroniskach wydaje się być wyższa niż u kotów (Hinney et al., 2015; de Lucio et al., 2017; Gil i in., 2017).

patogeneza

pasożyt może powodować uszkodzenie i utratę komórek nabłonkowych dolnego jelita cienkiego, wywołując reakcję zapalną. Nie może być stępienie kosmków jelitowych prowadzące do złego wchłaniania.,

objawy kliniczne

młode koty są bardziej podatne zarówno na infekcje, jak i związane z nimi choroby, przy czym większość zakażeń klinicznych występuje u kotów poniżej jednego roku życia. Wiele przypadków zakażenia Giardia nie są związane z jawną chorobą, a znaczenie tego pasożyta jako patogenu biegunkowego u kotów nie jest jasne. Eksperymentalne zakażenia wywołały objawy kliniczne, ale nie we wszystkich przypadkach. Mechanizm wywoływania biegunki jest niejasny, ale uważa się, że jest związany z zaburzeniami wchłaniania. Może temu towarzyszyć utrata masy ciała, która jest ważną cechą w niektórych przypadkach., Biegunka ma zazwyczaj charakter jelita cienkiego z przepływem płynnych lub półpłynnych kału, ale czasami biegunka jest jelita grubego, zawierające śluz/krew. Przebieg kliniczny choroby może trwać kilka tygodni.

odporność

odpowiedź immunologiczna na zakażenie Giardia jest słabo poznana u kotów. Na podstawie informacji z infekcji u innych gatunków przypuszcza się, że odporność komórkowa i reakcja IgA są kluczowe dla zapewnienia odporności ochronnej.,

diagnoza

infekcję diagnozuje się przy użyciu bezpośredniego badania wymazów z kału (badanie na mokro), metod flotacji kału, testów antygenu ELISA w kale, bezpośredniej immunofluorescencji na wymazach z kału i PCR.

trofozoity można zidentyfikować w rozmazach świeżych kału. Są ruchliwe z toczącą się akcją. Niewielka ilość świeżo wydalonego kału lub śluzu jest mieszana z kroplą roztworu soli fizjologicznej na szkiełku mikroskopowym, przykryta coverslipem i natychmiast badana pod mikroskopem w powiększeniu x100. Dalsze badanie w x400 pozwala na ostateczną identyfikację., Możliwe jest również badanie mikroskopowe aspiratów dwunastnicy zebranych podczas endoskopowej intubacji jelita cienkiego na trofozoity. Jednak Giardia mają tendencję do przebywania dalej w jelicie cienkim kotów, poza zasięgiem intubacji endoskopowej (McDowall et al., 2011).

metoda flotacji siarczanu cynku jest zalecana do badania kału. Wydalanie torbieli jest nieregularne, dlatego kilka (zazwyczaj trzy) próbek kału (pobranych w kolejnych lub naprzemiennych dniach) należy zbadać., Rutynowe metody nasycania soli lub sacharozy są niezadowalające, ponieważ prowadzą do zniekształcenia torbieli.

możliwe jest również zastosowanie techniki bezpośredniego fluorescencyjnego przeciwciała do wykrywania torbieli w rozmazach kału, chociaż test ten nie jest szeroko stosowany w Europie.

dostępne są techniki ELISA wykrywania antygenu w kale, w tym w praktyce test SNAP (IDEXX Ltd.), ale metody te nie wydają się być bardziej wrażliwe niż staranne badanie kału (Barr et al., 1992)., Badania wykazały, że wykrywanie antygenu metodą ELISA dobrze koreluje z wynikami bezpośrednich badań przesiewowych przeciwciał fluorescencyjnych (Cirak and Bauer, 2004).

testy PCR są dostępne, ale nie są szeroko stosowane. Mają tę zaletę, że są w stanie zidentyfikować obecny Podtyp. Pierwsze badania oparte na PCR wykazały wysoki odsetek pozytywnych (do 80%), który wzbudził obawy, że testy PCR może wykryć infekcje, które nie są klinicznie istotne (McGlade et al., 2003)., Jednak ilościowe testy PCR w czasie rzeczywistym są teraz dostępne do wykrywania Giardia i ostatnie badania dały podobne wskaźniki rozpowszechnienia do innych technik (Yang et al., 2015).

metoda flotacji kału była standardowym testem stosowanym w przeszłości, ale w praktyce test na antygen kału wydaje się być równie wrażliwy i specyficzny i jest wygodny do wykonania. Badanie rozmazów kału jest tanie i ma tę zaletę, że identyfikuje inne potencjalne pasożyty – ale nie jest popularne w praktyce i jest mniej wrażliwe (Olson et al., 2010).,

pragmatycznym podejściem często stosowanym przez praktyków jako alternatywa dla badań jest ocena odpowiedzi na leczenie. Należy jednak unikać takiego podejścia ze względu na ryzyko zmiany flory jelitowej za pomocą antybiotyków. Ponadto częste są współwystępowania z innymi pasożytami, takimi jak Tritrichomonas foetus czy Cryptosporidium, a leczenie w razie potrzeby należy dostosować do wyników analiz.,

leczenie

ze względu na możliwość wystąpienia oporności antybakteryjnej i pasożytniczej, nie zaleca się leczenia bezobjawowych kotów z Giardią, zwłaszcza z metronidazolem lub fenbendazolem.

standardowym leczeniem zakażenia Giardia jest zazwyczaj imidazol, Zwykle fenbendazol (Panacur) podawany w dawce 50 mg / kg przez 5-7 dni (Barr et al., 1994; Keith et al., 2003). Fenbendazol może być stosowany u ciężarnych królowych., Metronidazol jest alternatywą, a pierwotnym zaleceniem było stosowanie go w dawce 50 mg / kg przez pięć dni, ale ten lek nie powinien być stosowany u ciężarnych królowych. Dawka ta niesie ze sobą zwiększone ryzyko wystąpienia działań niepożądanych – toksyczności ośrodkowego układu nerwowego powodującej osłabienie, ataksję, dezorientację i drgawki. Ostatnio zasugerowano, że dzienna dawka 25 mg / kg jest skuteczna i jest mało prawdopodobne, aby wywołać działania niepożądane., W niektórych trudnych przypadkach z udziałem wielu zakażonych kotów konieczne może być drugie leczenie i w takiej sytuacji połączenie fenbendazolu i metronidazolu może być skuteczne. Sugeruje się jednak, że druga runda leczenia fenbendazolem może nasilać powstawanie oporności na antybiotyki E. coli (Tysnes et al., 2016).

alternatywą jest stosowanie Ronidazolu, który okazał się skuteczny przeciwko Giardiasis u psów (Fiechter et al., 2012) i koty (Zanzani et al., 2016). Ronidazol jest również obecnie stosowany w leczeniu Zakażenia Trichomonas płodu u kotów.,

nie zaleca się leczenia kotów bezobjawowych, ale w środowiskach wieloatomowych, w których koty mają objawy kliniczne, skuteczniejsze może być leczenie wszystkich zwierząt (psów i kotów) żyjących razem (zalecenie ESCCAP). Ponadto należy leczyć koty pozytywne żyjące w kontakcie z osobami z obniżoną odpornością.

oprócz leczenia zakażonych kotów ważne jest zarządzanie środowiskiem, aby zapobiec nadkażeniu i ponownemu zakażeniu po leczeniu.,

profilaktyka i higiena

w zanieczyszczonych środowiskach intensywne czyszczenie i stosowanie 4-chloru-m-krezolu (Chlorokrezolu) lub czwartorzędowych związków amoniowych skutecznie zapobiegają ponownemu zakażeniu i rozprzestrzenianiu się zakażenia w domach wielorodzinnych. Odchody zakażonych zwierząt należy zniszczyć, a misy i powierzchnie oczyścić i zdezynfekować czwartorzędowymi związkami amoniowymi. Jeśli to możliwe, przeniesienie kota do innego pomieszczenia może również pomóc uniknąć ponownego zakażenia.,

mycie / szamponowanie zwierząt, a przynajmniej okolic odbytu, szamponem zawierającym chlorheksydynę na początku i na końcu leczenia może pomóc w wyeliminowaniu torbieli.

w celu uniknięcia wprowadzenia pasożyta można zaproponować badanie dla nowych kotów wprowadzających do środowiska multi-cat. Można to zrobić w okresie kwarantanny.

personel opiekuńczy (pielęgniarki, weterynarze, weterynarze) powinien być świadomy i powinien przestrzegać zasad higieny.

szczepionka na bazie inaktywowanych trofozoitów była stosowana w USA, ale nie w Europie; nie jest już dostępna., Był stosowany zarówno w leczeniu, jak i profilaktyce.

ryzyko odzwierzęce

wiele badań europejskich przeprowadzonych w Niemczech, Włoszech, Hiszpanii, Grecji i Polsce wykazało obecność podgrupy a u kotów (Paoletti et al., 2010; Dado i in., 2012; Sotiriadou et al., 2013; Zanzani et al., 2014; Pallant et al., 2015; Piekarska i in., 2016; Kostopoulou et al., 2017; Gil i in., 2017), samodzielnie lub jako podwójne zakażenie (A i F; Dado et al., 2012). Genotyp B został również zidentyfikowany u kotów (Pallant et al., 2015; Kostopoulou et al.,, 2017), ale jest najbardziej rozpowszechniony, według różnych badań europejskich i kanadyjskich (McDowall et al., 2011). Ryzyko występowania Giardii odzwierzęcej wydaje się być większe u młodych kotów <1 rok w porównaniu do starszych kotów.

w ostatnim badaniu nie udało się wykryć odzwierzęcych zgromadzeń U 3 psów z wynikiem dodatnim Giardia i 2 kotów z wynikiem dodatnim żyjących w regionie Alava w Hiszpanii, co sugeruje, że przenoszenie Giardia przez zwierzęta domowe, jeśli występuje, jest rzadkie. W tym badaniu nie stwierdzono jednoczesnego zakażenia u ludzi i psów/kotów przez G., dwunastnicy wykazano, chociaż 29% (16/55) psów i 5,9% kotów test pozytywny (de Lucio et al., 2017), a obecność odzwierzęcego zespołu a wykryto u kotów w schronisku w tym samym regionie (Gil et al., 2017).

z drugiej strony, badanie przeprowadzone na dzieciach ze złych warunków środowiskowych na Słowacji wykazało, że specyficzny zespół Kot F jest obecny u ludzi w Europie (Pipikova et al., 2018).,

do tej pory nie przeprowadzono badań wykazujących bezpośrednie przenoszenie Giardii z kotów na ludzi, a głównymi źródłami zanieczyszczenia dla ludzi wydają się być surowe warzywa i woda. Ponadto częstość występowania zakażenia Giardia u kotów bezobjawowych jest niska w większości krajów europejskich.

jednakże, chociaż nie ma dowodów na bezpośrednie przeniesienie Giardia z kotów na ludzi i biorąc pod uwagę, że gatunki odzwierzęce są czasami wykrywane u zakażonych (młodych) kotów, potencjał odzwierzęcy Giardia u kotów należy wziąć pod uwagę, gdzie młode koty żyją z osobami z obniżoną odpornością., Dlatego zaleca się badanie takich kotów.

podziękowania

ABCD Europe z wdzięcznością przyjmuje do wiadomości wsparcie Boehringer Ingelheim (sponsora założycielskiego ABCD) i Virbac.

Ballweber LR, Xiao L, Bowman DD, Kahn G, Cama VA (2010): Giardiasis in dogs and cats: update on epidemiology and public health significance. Trendy 26, 180-189.

Barr SC, Bowman DD, Erb HN (1992): Evaluation of two test procedures for diagnosis of giardiasis in dogs. Am J Vet Res 53, 2028.,

Barr SC, Bowman DD, Heller RL (1994): skuteczność fenbendazolu przeciwko giardiasis u psów. Am J Vet Res 55, 988-990.

Bouzid m, Halai K, Jeffreys D, Hunter PR (2015): częstość występowania zakażenia Giardia u psów i kotów, przegląd systematyczny i metaanaliza badań częstości występowania z próbek kału. Wet Parazytol 207, 181-202.

Cirak VY, Bauer C (2004): Comparison of conventional coproscopical methods and commercial COPROANTIGEN ELISA kits for the detection of Giardia and Cryptosporidium infections in dogs and cats. Berl Munch Tierarztl Wochenschr 117, 410-413.,

Dado D, Montoya a, Blanco MA, Miró G, Saugar JM, Bailo B, et al (2012): Prevalence and genotypes of Giardia duodenalis from dogs in Spain: possible zoonotic transmission and public health importance. Parazytol Res 111, 2419-2422.

de Lucio A, Bailo B, Aguilera m, Cardona GA, Fernández-Crespo JC, Carmena D (2017): Brak molekularnych danych epidemiologicznych potwierdzających przenoszenie zwierząt odzwierzęcych Giardia duodenalis i Cryptosporidium spp. od psów i kotów domowych w prowincji Álava w północnej Hiszpanii. Acta Trop 170, 48-56,

Fiechter R, Deplazes P, Schnyder m, et al (2012): kontrola zakażeń Giardia za pomocą Ronidazolu i intensywne Zarządzanie higieną w hodowli psów. Wet. 187, 93-98.

Gil H, Cano l, de Lucio A, Bailo B, De Mingo MH, Cardona GA, Fernández-Basterra JA, Aramburu-Aguirre J, López-Molina N, Carmena D (2017): Detection and molecular diversity of Giardia duodenalis and Cryptosporidium spp. w schroniskach dla psów i kotów w północnej Hiszpanii. Infect Genet Evol 50, 62-69.,

Hinney B, Ederer C, Stengl C, Wilding K, Štrkolcová G, Harl J, Flechl E, Fuehrer HP, Joachim a (2015): pierwotniaki jelitowe kotów i ich odzwierzęcy potencjał – badanie terenowe z Austrii. Parazytol Res 114, 2003-2006.

Keith CL, Radecki SV, Lappin MR (2003): Evaluation of fenbendazol for treatment of Giardia infection in cats concrete infected with Cryptosporidium parvum. Am J Vet Res 64, 1027-1029.,

Kostopoulou D, Claerebout E, Arvanitis D, Ligda P, Voutzourakis N, Casaert S, Sotiraki S (2017): liczebność, potencjał odzwierzęcy i czynniki ryzyka pasożytnictwa jelitowego wśród populacji psów i kotów: scenariusz Krety, Grecja. Wektory Parazytologiczne 10, 43.

Lebbad M, Mattson JG, Christensson B, Ljungstrom B, Backhans a, Andersson JO, Svard SG (2010): From mouse to moose: multilocus genotyping of Giardia isolates from various animal species. Wet. 168, 231-239.,

McDowall RM, Peregrine AS, Leonard EK, Lacombe C, Lake m, Rebelo AR, et al (2011): Evaluation of the zoonotic potential of Giardia duodenalis in fecal samples from dogs and cats in Ontario. Can Vet J 12, 1329-1333.

McGlade TR, Robertson ID, Elliot AD, Thompson RC (2003): High prevention of Giardia detected in cats by PCR. Wet Parazytol 110, 197-205.

Olson ME, Leonard NJ, Srout J (2010): częstość występowania i diagnostyka zakażenia Giardia u psów i kotów za pomocą testu antygenu kału i rozmazu kału. Can Vet J 51, 640-642.,

Pallant L, Barutzki D, Schaper R, Thompson RC (2015):.Epidemiologia zakażeń gatunkami i genotypami Giardii u psów i kotów w Niemczech. Wektory Parazytologiczne 8, 2.

Paoletti B, Otranto D, Weigl S, Giangaspero A, Di Cesare A, Traversa D (2010): Prevalence and genetic characterization of Giardia and Cryptosporidium in cats from Italy. Res Vet Sci 91, 397-399.

Piekarska J, Bajzert J, Gorczykowski m, Kantyka m, Podkowik M (2016): molekularna identyfikacja izolatów Giardia duodenalis z psów i kotów domowych we Wrocławiu., Ann Agricultural Med 23, 410-415.

Pipiková J, Papajová I, Majláthová V, Šoltys J, Bystrianska J, Schusterová I, Vargová V (2018): First report on Giardia duodenalis assemblage F in Slovak children living in poor environmental conditions. J Microbiol Immunol Infect 53, 148-156.

Sommer MF, Rupp P, Pietsch m, Kaspar A, Beelitz P (2018): Giardia w wybranej populacji psów i kotów w Niemczech – diagnostyka, koinfekcje i zbiorowiska. Wet Parazytol 249, 49-56.,

Sotiriadou I, Pantchev N, Gassmann D, Karanis P (2013): molekularna identyfikacja Giardii i Cryptosporidium od psów i kotów. Pasożyt 20, 8.

Thompson RC, Monis P (2012): Giardia-from genome to proteome. Adv Parasit 78, 57-95.

Tysnes KR, Luyckx K, Cantas L, Robertson LJ (2016): leczenie giardiozy kotów podczas ogniska biegunki w hodowli: potencjalny wpływ na wzorce oporności na kał Escherichia coli. J Feline Med Surg 18, 679-682.,

Xiao L, Fayer R (2008): Molecular characterisation of species and genotypes of Cryptosporidium and Giardia and assessment of zoonotic transmission. Int J 38, 1239-1255.

Yang R, Ying JL, Monis P, Ryan U (2015): molekularna charakterystyka Cryptosporidium i Giardia u kotów (Felis catus) w Australii Zachodniej. Exp 155, 13-18.

Zanzani SA, Gazzonis AL, Scarpa P, Berrilli F, Manfredi MT (2014): pasożyty jelitowe psów i kotów z obszarów metropolitalnych i mikropolitycznych: częstość występowania, zagrożenia odzwierzęce i świadomość właściciela zwierząt domowych w północnych Włoszech., Biomed Res Int.: 2014: 696-508.